简介:摘要目的探讨基质硬度对骨肉瘤细胞侵袭的影响及分子机制。方法按照不同配比合成硬度差异聚丙烯酰胺水凝胶,并通过万能力学测试仪检测确认其基质硬度。通过光镜观察不同基质硬度培养条件下细胞形态差异。通过免疫荧光检测不同硬度条件下细胞骨架排列和心肌蛋白相关转录因子-A(MRTF-A)表达及亚细胞分布。通过Transwell侵袭实验观察基质硬度及MRTF-A抑制剂CCG203971对MG-63细胞侵袭的影响。应用实时荧光定量聚合酶联反应(RT-qPCR)和蛋白印迹法(Western blot)的方法检测基质金属蛋白酶(MMP)-2和MMP-9 mRNA和蛋白的表达。计量资料的两两比较采用t检验。结果成功构建不同硬度聚丙烯酰胺水凝胶。高硬度组细胞更倾向于铺展和梭形,肌动蛋白的聚合更明显。高硬度组MG-63细胞侵袭能力明显高于低硬度组[(247.6±25.40)个比(130.3±23.3)个,t=-11.820,P<0.01],并促进MRTF-A核转位。而MRTF-A抑制剂CCG-203971干预后硬基质组穿膜细胞数低于无干预硬基质组[(140.5±21.7)比(247.6±25.4)个,t=11.100,P<0.01]。硬基质组MG-63细胞较软基质组MMP-2和MMP-9 RNA及蛋白水平表达均显著增加(MMP-2 RNA水平:0.89±0.02、0.33±0.01,t=22.450,P<0.01;MMP-9 RNA水平:0.92±0.03、0.41±0.02,t=19.171,P<0.01;MMP-2蛋白水平:0.63±0.04、0.31±0.03,t=7.942,P<0.05;MMP-9蛋白水平:0.69±0.06、0.41±0.02,t=6.822,P<0.05),而MRTF-A抑制剂CCG-203971可以显著阻断基质硬度诱导的MMP-2和MMP-9 RNA及蛋白水平表达增加(MMP-2 RNA水平:0.73±0.03、0.29±0.02,t=6.954,P<0.01;MMP-9 RNA水平:0.91±0.04、0.38±0.03,t=29.362,P<0.01;MMP-2蛋白水平:0.66±0.03、0.29±0.02,t=8.342,P<0.05;MMP-9蛋白水平:0.72±0.02、0.38±0.01,t=7.362,P<0.05)。结论细胞外基质硬度增加通过影响MRTF-A转录调控影响骨肉瘤MG-63细胞侵袭能力。
简介:摘要目的探讨基质硬度通过yes相关蛋白(YAP)促进脑胶质瘤细胞上皮间质转化(EMT)和血管生成拟态(VM)形成的机制。方法在不同基质硬度条件下培养人脑胶质瘤U87细胞株,0.2、16.0和64.0 kPa 3种硬度分别代表正常大脑、胶质瘤和极度僵硬。以CCK8实验检测胶质瘤细胞的增殖能力,采用免疫荧光染色检测YAP细胞定位的改变,以实时定量PCR检测YAP靶基因CTGF、CRY61的表达,以蛋白印迹实验检测YAP及细胞增殖信号Akt、ERK 1/2的磷酸化表达。通过免疫荧光染色和蛋白印迹实验检测EMT相关蛋白Vimentin、E-cadherin、Twist的表达。在软、硬基质3D培养下检测VM形成的情况。转染shYAP慢病毒后,检测YAP干扰对基质硬度作用于胶质瘤细胞的增殖、间质蛋白(Vimentin和Twist)表达和VM形成的影响。结果随着基质硬度的增高,胶质瘤细胞的增殖活性及其增殖信号通路Akt、ERK 1/2的磷酸化表达增加(均P<0.05),胶质瘤细胞的YAP核转位增加,磷酸化YAP的表达逐渐下降(P<0.05),而CTGF和CRY61基因的表达均升高(均P<0.05)。免疫荧光染色和蛋白印迹实验结果表明,随着基质硬度的增高,EMT元件Vimentin、Twist的表达增高,上皮标志E-cadherin的表达减低(均P<0.05)。与软基质3D培养下相比,硬基质培养条件下U87细胞VM管样结构的形成增多(P<0.05)。干扰YAP的表达可减低较高的基质硬度促进胶质瘤细胞增殖、Vimentin和Twist的表达以及VM形成的作用(均P<0.05)。结论基质硬度可通过YAP促进胶质瘤细胞的增殖、EMT以及VM形成,靶向调控基质硬度和YAP可能可以作为胶质瘤治疗的新策略。
简介:摘要目的观察生物三维打印类细胞外基质(ECM)硬度对骨髓间充质干细胞(BMSC)向皮肤附属器细胞分化的影响。方法(1)分别将1 g海藻酸钠和4 g明胶、3 g海藻酸钠和8 g明胶混匀,混合物分别溶于100 mL超纯水中,配制2种海藻酸钠-明胶复合水凝胶,分别命名为1A4G水凝胶、3A8G水凝胶,用于后续实验。观察2种水凝胶室温下、4 ℃冷凝15~30 min(冷凝条件下同)后、冷凝且用25 g/L氯化钙溶液交联(交联条件下同)后、冷凝后且用生物三维打印机(三维打印仪器下同)进行三维打印且交联后形态。取2种水凝胶冷凝并交联后,采用杨氏模量测定仪检测杨氏模量(硬度),样本数为3。取2种水凝胶交联并冷冻干燥,用扫描电子显微镜观察其孔隙结构。取2种水凝胶交联并冷冻干燥,用无水乙醇置换法检测孔隙率,样本数为3。(2)从20只1周龄雌雄不限C57BL/6小鼠股骨和胫骨中分离培养BMSC,取第2代细胞进行实验。分别将1.0×107个/mL的BMSC单细胞悬液与1A4G水凝胶、3A8G水凝胶以1∶9的体积比充分混匀,制备载BMSC的1A4G水凝胶、载BMSC的3A8G水凝胶,进行三维打印,1 mL载细胞水凝胶(打印用量下同)打印1块,交联后加入间充质干细胞(MSC)专用培养基培养。根据水凝胶不同,将打印块分为1A4G组和3A8G组。取2组打印块各1块,培养7 d,采用细胞活/死试剂盒计数50倍视野下活、死细胞。取2组打印块各9块,另将9孔用2 mL MSC专用培养基培养的每孔1.0×106个BMSC设为二维培养组。分别于培养1、3、5 d,1A4G组与3A8G组各取3块打印块、二维培养组取3孔细胞,用细胞计数试剂盒8法检测培养液中吸光度值,以此表示细胞增殖活性。(3)同实验(2)制备载BMSC的1A4G水凝胶、载BMSC的3A8G水凝胶各10 mL,分别加入从10只新生1 d雌雄不明C57BL/6小鼠提取的足趾垫匀浆液各0.5 mL混匀进行三维打印及交联,加入MSC专用培养基培养3 d,更换为汗腺专用培养基培养。根据水凝胶不同,将打印块分为1A4G组和3A8G组。汗腺专用培养基培养7 d,采用免疫荧光法检测2组打印块中细胞的上皮细胞表面标志物细胞角蛋白5(CK5)和CK14、汗腺细胞表面标志物CK18和钠钾ATP酶(NKA)、毛囊细胞表面标志物CK17和碱性磷酸酶(ALP)蛋白表达,实时荧光定量反转录PCR法检测2组打印块中细胞的CK5、CK14、CK18、NKA(检测ATP1a1转录本)、CK17、ALP mRNA表达(样本数为3)。对数据行独立样本t检验、Fisher确切概率法检验、析因设计方差分析及Bonferroni法。结果(1)与3A8G水凝胶比较,1A4G水凝胶室温下黏度稍低、流动性稍好。2种水凝胶冷凝后均呈凝胶状,在此基础上,交联后形状均匀规则,经三维打印且交联后为固态的纵横交错的圆柱块。1A4G水凝胶杨氏模量为(52±6)kPa,明显低于3A8G水凝胶的(218±5)kPa(t=40.470,P<0.01)。2种水凝胶孔隙结构相似,横断面均呈多孔网状结构;2种水凝胶的孔隙率相近(t=0.930,P>0.05)。(2)培养7 d,1A4G组和3A8G组打印块中活、死细胞分布相近(P>0.05),绝大部分为活细胞。培养1、3、5 d,1A4G组和3A8G组打印块及二维培养组培养液中吸光度值两两比较,差异均无统计学意义(P>0.05)。与组内培养1 d比较,1A4G组、3A8G组打印块培养3、5 d培养液中吸光度值均明显升高(P<0.05或P<0.01),二维培养组细胞培养5 d培养液中吸光度值明显升高(P<0.01);与组内培养3 d比较,1A4G组、3A8G组打印块及二维培养组细胞培养5 d培养液中吸光度值均明显升高(P<0.01)。(3)汗腺专用培养基培养7 d,2组打印块中细胞均可见CK5、CK14、CK18、NKA、CK17、ALP蛋白表达。汗腺专用培养基培养7 d,2组打印块中细胞的CK5、CK14、CK18、NKA mRNA表达量相近(t=0.362、0.807、0.223、1.356,P>0.05);3A8G组打印块中细胞的CK17、ALP mRNA表达量分别为1.96±0.21、55.57±11.49,均明显高于1A4G组的1.05±0.42、2.01±0.27(t=3.333、8.074,P<0.05或P<0.01)。结论1A4G水凝胶和3A8G水凝胶三维培养的BMSC均有向汗腺细胞分化的趋势,但3A8G水凝胶三维培养的BMSC向毛囊细胞分化的趋势比1A4G水凝胶明显。提示相对高的生物三维打印类ECM硬度,不仅有利于BMSC向汗腺细胞分化,还有利于其向毛囊细胞分化。
简介:摘要:本文主要介绍了炼钢除尘水系统硬度升高前期的预兆、如何通过数据识别系统结垢的前兆。做好事前预防的相关措施,使我们能够有足够的时间对系统补排水、原料变化、药剂处理进行排查,找出问题,采取办法,将隐患消除在萌芽状态。做到防范优先,遏制结垢的发生。其在生产过程中发挥了积极的作用。